Микроядерный тест
МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ
ФГБОУ ВПО «СЫКТЫВКАРСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ»
ИНСТИТУТ ЕСТЕСТВЕННЫХ НАУК
КАФЕДРА ЭКОЛОГИИ
КУРСОВАЯ РАБОТА
МИКРОЯДЕРНЫЙ ТЕСТ
по специальности Экология
Научный руководитель: В. Г. Зайнуллин;
Исполнитель: Л.А. Башлыкова
Сыктывкар 2012
Оглавление
Введение
Аспекты формирования микроядер
Микроядерный тест
Другие методы оценки воздействия радиации на организм
Область применения
Выводы
Список литературы
Введение
В настоящее время на планете существует множество техногенных источников загрязнения, отравляющих биосферу самыми разнообразными соединениями, которые могут причинить вред живым организмам. Одним из важнейших эффектов воздействия загрязнителей является нарушение целостности генетических структур клеток, поскольку это ведет к наследственным изменениям, передающимся следующим поколениям. Наиболее ярким показателем данного воздействия можно считать увеличение количества микроядер в клетке.
Необходимость проведения данного исследования объясняется тем, что микроядра в клетках часто появляются в результате мутагенного воздействия на организмы. В зависимости от количества обнаруженных образований можно говорить о степени загрязнения среды обитания организма. Таким образом, наличие микроядер в клетках можно считать универсальным показателем загрязненности, с помощью которого можно будет быстро и точно определить кластогенность новых синтезируемых соединений, веществ, необходимых в быту, промышленности, сельском хозяйстве, медицине. Это позволит повысить качество экологического мониторинга и повысить эффективность борьбы с различными заболеваниями, связанными с изменениями структуры генов.
Целью данной работы является комплексный анализ микроядерного теста в качестве универсального показателя мониторинга окружающей среды. В рамках данного исследования были поставлены следующие задачи:
.Исследование процесса формирования микроядер
.Исследование методов проведения данного теста
.Оценка качества данного теста
.Исследование области применения данного теста
Аспекты формирования микроядер
Микроядра (МЯ) - это небольшие ДНК-содержащие тельца, существующие в клетке отдельно от основного ядра (ядер) или связанные с ними хроматиновым мостом. Их возникновение связывают, как правило, с такими типами повреждения генома как ацентрические фрагменты хромосом или целые хромосомы, отставшие в анафазе или телофазе митоза от веретена деления и не вошедшие в дочерние ядра. Строго такой механизм образования МЯ был доказан in vivo для проэритробластов мыши Шмидтом в 1976 и Хьюбером в 1989 in vitro для лимфоцитов человека. В то же время в исследованиях группы под руководством Shimizu на разных клеточных линиях было показано, что образование микроядра - это не всегда только постмитотическое событие. Например, МЯ могут образовываться в фазе синтеза ДНК из ядерных почек, а также, видимо, во всех тех случаях, когда клетка избавляется от избытка ДНК (избыточная амплификация, реверсия культур клеток опухоли путем экскреции онкогенов). Таким образом, микроядро - это свидетельство количественных изменений ДНК в живой клетке. МЯ часто встречаются при различных заболеваниях[2; 26], и в результате изменения условий существования организма [17; 30; 36].
Известно, что МЯ представляют собой небольшие образования, состоящие из фрагментов хромосом. На стадии телофазы эти фрагменты могут включаться в ядра дочерних клеток или образовывать одиночные или множественные микроядра в цитоплазме [26]. Крупные микроядра формируются при нарушении нормально течения митотического деления клеток (патологических митозах), что обусловлено отставанием отдельных хромосом в метафазе и в анафазе. Зачастую данный процесс приводит к возникновению клеток с несбалансированной совокупности признаков полного набора хромосом (кариотипом), следовательно, ведёт к развитию мутаций и наследственным изменениям, при которых число хромосом в клетках не кратно основному набору (анеуплоидии). Мелкие микроядра встречаются преимущественно при структурных отклонениях (аберрациях) хромосом [1]. Так же, микроядра могут образовываться вследствие программируемой клеточной смерти (апоптоза) - регулируемого процесса самоликвидации на клеточном уровне, в результате которого клетка фрагментируется на отдельные апоптотические тельца, ограниченные плазматической мембраной. [40]. Согласно литературным данным регуляция иммунных процессов тесно связана с феноменом апоптоза клеток, отвечающих за иммунитет [13; 19; 37], включая макрофаги [21; 25] и лимфоциты [18]. Рассмотренные выше процессы, в результате которых происходит образование микроядер, указывают на снижение жизнеспособности таких клеток, что является показателем нестабильности их функционирования, активизации процессов воспаления [2] и апоптоза [40].В результате воспаления тканей в организме появляются инфильтраты - клеточные элементы с примесью крови и лимфы [32; 41], продуцирующие небольшие пептидные информационные молекулы, определяющие выживаемость клеток (цитокины), которые, как ускоряют (индуцируют), так и замедляют (ингибируют) апоптоз. Так же обнаруживаются различные признаки нарушения иммунного ответа организма на внешнее воздействие. Итогом является повышение в организме количества клеток, содержащих микроядра [20]. Поскольку апоптоз, играющий важную роль в воспалительном процессе [14], проявляется в результате формирования микроядер, то данный признак целесообразно учитывать при диагностике воспалительных заболеваний [20; 40].
Показатель численности клеток, содержащих микроядра, применяют для ранней диагностики воспалительных заболеваний в качестве дополнительного критерия [2]. Однако образование микроядер так же свидетельствует о наличии повреждений хромосом [2; 24]. Показана прямая зависимость между увеличением числа хромосомных аберраций и активностью процесса митоза. Это объясняется тем, что нарушение митотического деления при воздействии токсических веществ [16; 30; 36], влиянии физических факторов [28] и под воздействием радиации [28; 29] влечет за собой потерю части генетического материала и морфологически выражается в формировании микроядер [2; 24].Характер устойчивости клеток по отношению к факторам химической и физической природы предопределен генетически, что объясняет разное количество неизмененных клеток и клеток, содержащих микроядра. Так же при этом были установлены дозы воздействия указанных факторов при которых происходит образование микроядер [28].Наиболее важными показателями, определяющими степень влияния различных факторов на изменение структурно-функциональных характеристик клеток, считаются: результаты микроядерного теста, хромосомный анализ и уровень митотической активности [24].
Микроядерный тест
микроядерный окружающий радиация клетка
В 1973 г. J.A.Heddle и W.Schmid независимо друг от друга предложили микроядерный тест, основанный на учете микроядер в полихромных эритроцитах костного мозга. Позже тест стал применяться для учета микроядер в ранних мужских половых клетках (сперматидах) на 4-й стадии развития, которые, в результате цикла структурных изменений, превращаются в сперматозоиды; клетках печени плода при изучении трансплацентарной активности химических соединений; в клетках слизистой рта; лимфоцитах человека; в клетках печени и толстой кишки животных. В настоящее время учет микроядер стал возможен в большинстве популяций делящихся клеток [38].
Микроядерный тест в силу своей простоты и возможности быстрого анализа стал методом отбора (скрининга) химических соединений на цитогенетическую активность in vitro. Самый распространенный метод - учет микроядер в полихромных эритроцитах, появляющихся при свободном поступлении гемоглобина в эритроциты. Этим методом испытано большое количество соединений. Данный метод удобен, так как полихромные эритроциты (ПХЭ) легко распознаются, имеют короткий жизненный цикл и любое содержащееся в них микроядро является следствием хромосомных аберраций в эритробластных клетках, возникших спонтанно или индуцированных исследуемыми агентами.
Существуют три способа тестирования химических веществ микроядерным тестом. Они различаются по режимам обработки и срокам фиксации клеток после обработки. Схема проведения эксперимента, прежде всего, зависит от поставленной задачи.
При проведении эксперимента используют максимально переносимую дозу, близкую к LD50 (приблизительно 80% от LD50) или ½ LD50. Тестируемое вещество чаще всего вводят мышам внутрибрюшинно двукратно с интервалом в 24 часа. Фиксация клеток костного мозга осуществляется через 6 часов после второго введения. Проводятся работы с многократным (до 5 раз) введением тестируемого вещества. Так же проведено сравнительное изучение индукции микроядер алкилирующими агентами и антиметаболитами при однократном и многократном (до 5 раз) воздействиях. Однократно обработанных животных забивали через 30 часов, многократно - спустя 6 часов после последней дозы. Оба режима воздействия были эффективны в выявлении активности изучаемых соединений, хотя для оценки антиметаболитов лучшим был режим пятикратной обработки.
Так же, были проведены работы, направленные на выяснение оптимального срока фиксации клеток. Теоретически, через 24-30 часов после однократного воздействия можно зарегистрировать максимальное число микроядер. Поэтому, исходя из этого, было рекомендовано фиксировать клетки через 6 часов после второго введения вещества, то есть через 30 часов после первого введения. Однако при изучении эффектов ряда химических соединений при различных сроках фиксации клеток обнаружено, что по ряду причин максимальная частота микроядер наблюдается в более поздние сроки. Предполагается, что все отклонения от теоретически оптимальных сроков наблюдения микроядер связаны со скоростью метаболизма веществ в организме, фармакокинетикой активных метаболитов и другими факторами. Поэтому рекомендуется вводить животным вещества однократно в максимально переносимой дозе, окрашивать и фиксировать клетки для анализа через 30, 48 и 72 часа.
Существует несколько видов окрашивания препаратов:
.Q-окрашивание - разработан шведским цитологом Касперссоном, использовавшим с этой целью флюоресцентный краситель акрихин-иприт. Под люминесцентным микроскопом на хромосомах видны участки с неодинаковой интенсивностью флюоресценции - Q-сегменты. Метод лучше всего подходит для исследования Y-хромосом. Потому используется для быстрого определения генетического пола, выявления транслокаций (обменов участками) между X- и Y-хромосомами или между Y-хромосомой и аутосомами, а также для просмотра большого числа клеток, когда необходимо выяснить, имеется ли у больного с мозаицизмом по половым хромосомам клон клеток, несущих Y-хромосому.
.G-окрашивание - окрашивание хромосом красителем Гимзы, после интенсивной предварительной обработки, часто с применением трипсина. Под световым микроскопом на хромосомах видны светлые и темные полосы - G-сегменты. Хотя расположение Q-сегментов соответствует расположению G-сегментов, G-окрашивание оказалось более чувствительным и заняло место Q-окрашивания в качестве стандартного метода цитогенетического анализа. G-окрашивание дает наилучшие результаты при выявлении небольших аберраций и маркерных хромосом (сегментированных иначе, чем нормальные гомологичные хромосомы).
.R-окрашивание - дает картину, противоположную G-окрашиванию. Обычно используют краситель Гимзы или флюоресцентный краситель акридиновый оранжевый. Этим методом выявляют различия в окрашивании гомологичных G- или Q-негативных участков сестринских хроматид или гомологичных хромосом.
.C-окрашивание - используют для анализа центромерных районов хромосом (эти районы содержат конститутивный гетерохроматин) и вариабельной, ярко флюоресцирующей дистальной части Y-хромосомы.
.T-окрашивание - применяют для анализа теломерных районов хромосом. Эту методику, а также окрашивание районов ядрышковых организаторов азотнокислым серебром (AgNOR-окрашивание) используют для уточнения результатов, полученных путем стандартного окрашивания хромосом.
Обычно, окрашивание препаратов при анализе химических веществ проводят 5%-ным раствором Гимза. Остальные методы окраски направлены на лучшую идентификацию ПХЭ и, в частности, их отличие от зрелых эритроцитов.
Окраска по Романовскому-Гимзе:
Два способа приготовления красителя:
.Готовый жидкий краситель перед окрашиванием мазков разводят из расчета 1-2 капли красителя на 1 мл дистиллированной воды. Мазки окрашивают 20 - 25 минут при 370 °C во влажной камере (закрытая чашка Петри с увлажнённым фильтром на дне). После окрашивания мазки промывают в проточной воде, сушат на воздухе и исследуют при масляной иммерсии.
.Красящую смесь Романовского-Гимзы в виде порошка (коммерческий краситель) растворяют в смеси равных объемов метилового спирта и глицерина (800 мг красителя на 100 мл растворителя). Краситель растворяется плохо, поэтому лучше его растереть с растворителем в количестве 300 мг на 100 мл, а затем, помешивая, добавлять краситель до получения нужной концентрации. Приготовление красителя часто занимает несколько дней. Важно в качестве растворителей использовать химически чистый метиловый спирт и глицерин, так как примеси ухудшают свойства красителя. Вместо метилового спирта можно применять 96 % этиловый спирт. Приготовленную красящую смесь хранят в сухом прохладном месте в плотно закрытом сосуде.
Методика окраски:
1.Мазки, фиксированные в метиловом спирте, окрашивают раствором (1 мл готовой жидкой краски + 2 мл основного буферного раствора + 47 мл дистиллированной воды) в течение 40-120 мин (продолжительность окрашивания подбирают эмпирически). Пользуются фосфатным буфером, но рН буфера зависит от вида мазка: для мазка костного мозга - 5,8 - 6,0, для мазка крови - 6,4 - 6,5, для выявления простейших - 6,8, малярийного плазмодия - 7,0 - 7,2.
.Ополаскивают в дистиллированной воде, высушивают и исследуют при иммерсии.
Результат: бактерии окрашиваются в фиолетово-красный цвет, цитоплазма клеток - в голубой, ядра - в красный.
Не так давно был предложен простой метод флуоресцентного окрашивания микроядер и РНК в эритроцитах с использованием красителей Хехст 33258 и пиронина У. Окрашенные таким способом препараты являются пригодными для автоматического анализа.
При анализе влияния радиации на организм подсчет микроядер в лимфоцитах крови был предложен как более простой и быстрый способ получения оценки доз. В настоящее время накоплено значительное число данных о зависимости доза - эффект in vitro для микроядер при действии редко ионизирующего излучения. Частота микроядер, индуцируемых плотно ионизирующими излучениями, изучена меньше. В исследованиях были выявлены значимые различия между отдельными объектами исследования по спонтанной частоте микроядер и по радиочувствительности самих индивидуумов (межиндивидуальная вариабельность). При этом спонтанная частота микроядер и радиочувствительность индивидуумов между собой не коррелируют.
Установлено, что размер микроядер, а следовательно и содержание в них больше одного ацентрического фрагмента хромосомы, увеличивается с ростом дозы. Зависимость числа микроядер от дозы облучения описывается линейно- квадратичной функцией (найти графики). Достоверное отличие уровня микроядер от контрольного выявляется, начиная с дозы 0,25 Гр.
При использовании микроядерного теста определяется неточность в определении дозы при величинах больших или равных 2 Гр, это связано с индивидуальными различиями в выходе индуцированных облучением микроядер. Thierens H., 1991 установил, что малые дозы (0,3 Гр и меньше) не могут быть достоверно определены данным методом из-за индивидуальных различий в частоте спонтанных микроядер .
По данным С.Н. Колюбаевой микроядерный тест целесообразно использовать в случаях определения облученности больших групп людей в дозе до 1 Гр. Использование в качестве показателя клеток с 3 и более микроядрами может быть дополнительным свидетельством факта облученности, так как такие формы не встречаются у здоровых лиц [4].
А.В. Севанькаев с соавт. предлагают использовать микроядерный тест в радиационных исследованиях только для выявления групп повышенного риска, а не для оценки дозы облучения, связывая с тем, что образование микроядер происходит в результате различных мутагенов (ионизирующее, ультрафиолетовое излучения, химические соединения и т.д.). Для последующей оценки доз облучения необходимо использование более специфических методов дозиметрии [11].
Другие методы оценки воздействия радиации на организм
Метафазный метод (Метафазный анализ) используется при учете хромосомных аберраций в соматических клетках животных и человека, требует много времени и высокой квалификации исследователя. Впервые стал использоваться в радиационной генетике. Отличный количественный и качественный анализ нарушений в хромосомах.
Этот метод выявляет как нестабильные хромосомные аберрации - дицентрики, кольца, фрагменты, так и стабильные аберрации (транслокации) [10]. Наиболее разработанным и широко используемым методом биологической дозиметрии (совокупность цитогенетических тестов) является анализ частоты нестабильных аберраций хромосом (дицентриков и центрических колец) в лимфоцитах периферической крови облученного организма. По данным Севанькаева с соавт. успешная оценка индивидуальной дозы этим методом возможна лишь сразу после однократного острого облучения или спустя 3-4 месяца. Это связано с тем, что аберратные клетки с течением времени постепенно выводятся (элиминируются) из циркулирующей крови [12].
Метафазный метод требует культивирования клеток в условиях in vitro. Это усложняет его применение в экстремальных условиях и в случаях, когда необходимы отборочные/сортировочные (скрининговые) исследования в больших количествах [10].
Метод флуоресцентной гибридизации in situ (FISH) - один из наиболее точных методов для обнаружения облученности организма [4]. Метод основан на селективном окрашивании пар хромосом с помощью специфичных к определенным последовательностям ДНК молекулярных зондов и позволяет сравнительно быстро проанализировать значительное число (несколько сотен) клеток на наличие стабильных хромосомных аберраций. При этом с помощью прокрашивания центромер методика позволяет различать симметричные обмены от дицентриков [11; 7]. FISH-метод позволяет четко выявить стабильные хромосомные аберрации в виде транслокаций, представляющих собой обмен участками между исследуемой и другими хромосомами, поскольку ее окрашенный участок в флуоресцентном микроскопе высвечивается на других хромосомах [11; 5].
Для определения факта облученности используют библиотеку генов нескольких хромосом с последующим пересчетом выявленных повреждений на весь геном. Однако такой пересчет не всегда бывает адекватным, так как хромосомы имеют разную радиочувствительность за счет многих причин, в том числе: длина теломер, состав генов, наличие общих и ломких сайтов и т.д. Все эти проблемы можно решить при использовании мультиколорного FISH метода [4].
Метод FISH считают перспективным методом биологической дозиметрии для оценки величины дозы в отдаленные сроки после облучения даже при низких уровнях радиационного воздействия [9; 7]. У обезьян Macaca mulatta подтверждено сохранение отчетливой зависимости частоты индуцируемых транслокаций от дозы облучения по прошествии 28 лет после того, как оно произошло; также эти данные подтверждают эффективную персистенцию реципрокных транслокаций в кариотипе, что может быть использовано в качестве «исторического маркера» имевших ранее облучений. Более того, сопоставление данных, полученных in vitro и in vivo, указывает на сохранение частоты транслокаций, индуцированных в 1965 г [31].метод позволяет достаточно эффективно анализировать стабильные хромосомные аберрации при низких дозах облучения [9]. Использование этого метода для биодозиметрии в области высоких доз (более 1,5 Гр) может быть затруднено из-за того, что в части стволовых клеток будут индуцироваться как стабильные, так и нестабильные хромосомные аберрации. Клетки, содержащие оба типа этих аберраций, репродуктивно гибнут из-за наличия в них нестабильных аберраций. При этом из анализа исчезает часть стабильных аберраций, содержащихся в этих же клетках, что приведет к относительному снижению их частоты в лимфоцитах периферической крови, в результате чего и ретроспективная оценка дозы будет менее надежна.
Но на сегодняшний день вероятность участия различных хромосом в образовании стабильных аберраций изучена не до конца. Пока нельзя полностью исключить возможность формирования клоновых аберраций у облученных организмов и возможности более частого или, наоборот, более редкого участия определенных хромосом в формировании стабильных хромосомных аберраций. Следовательно, что использование метода FISH при пересчете наблюдаемой частоты стабильных аберраций на весь кариотип возможно завышение либо, наоборот, занижение частоты этих аберраций по сравнению с реальной частотой. Соответственно это приведет к завышению или занижению оценки дозы.
Метод хромосомных аберраций принят МАГАТЭ в 1986 г. в качестве официального метода биологической дозиметрии. Основой радиационной биодозиметрии по аберрациям хромосом является количественная зависимость образования аберраций в лимфоцитах периферической крови и костном мозге от дозы излучений. Поскольку лимфоциты периферической крови обладают высокой радиочувствительностью, их содержание в крови у организма, облученного в высоких дозах, вскоре резко снижается, и их количество может оказаться слишком малым для культивирования. В то же время в отделах костного мозга, особенно при неравномерном облучении, уровень лимфоцитов может оставаться достаточным для подсчета аберраций хромосом, и таким образом трудности в выборе клеток могут быть преодолены [6].
Из всех видов аберраций хромосом для целей диагностики радиационных поражений чаще всего используется подсчет дицентриков, ацентрических фрагментов и центрических колец. Биологическая дозиметрия по аберрациям хромосом в культуре лимфоцитов дает достоверную информацию в случаях относительно равномерного облучения [5; 8]. При неравномерном воздействии с перепадом дозы более чем в 2 - 3 раза информативность показателя снижается. Вместе с тем неравномерность облучения может быть оценена по характеру распределения дицентриков по клеткам и при сопоставлении данных, полученных с помощью разных цитогенетических показателей [5].
Так, даже при раннем цитогенетическом анализе, исключающем элиминацию аберраций хромосом вследствие гибели клеток, на дозовой кривой в диапазоне малых доз от 0,1 - 0,2 Гр до 0,5 Гр разброс индивидуальных значений настолько велик, что установление дозы облучения становится сложной проблемой. Вместе с тем имеются данные о длительном сохранении хромосомных аберраций в лимфоцитах периферической крови у профессионалов, работающих с источниками ионизирующего излучения. Однако ретроспективную оценку индивидуальных доз провести не удается [6].
Если сравнивать дозовые кривые зависимости числа хромосомных аберраций и микроядер при одном и том же радиационном воздействии, то становится очевидным их сходство. Однако, корреляционный анализ этих показателей у одних и тех же лиц выявляет коэффициент корелляции, не превышающей 0,55, что в свою очередь свидетельствует о различной природе возникновения микроядер и хромосомных аберраций [3].
В свою очередь, для проведения микроядерного теста не требуется большая подготовка персонала, а определение может быть автоматизировано. Перспективной является оценка выхода микроядер в облученных популяциях клеток и их потомков. Использование микроядерного теста при исследовании воздействия на организм мутагенных и канцерогенных препаратов обусловливается простотой и стабильностью результатов, полученных этим методом, по сравнению с методом хромосомного анализа.
Область применения
Микроядерный тест может быть с успехом использован для:
.Контроля эффективности радиопротекторов, так как радиоактивное излучение индуцирует появление клеток, содержащих микроядра, особенно в экспериментальной практике [29].
.Контроля влияния факторов окружающей среды на организм человека использование микроядерного теста весьма информативно. Исследователями был установлен факт увеличения числа клеток с микроядрами в мокроте и буккальном эпителии лиц, проживающих в крупных городах [30]. Не случайный характер таких результатов связан, в том числе, с непосредственным воздействием загрязненного воздуха на клетки респираторного тракта и ротовой полости.
.Оценки воздействия газообразных веществ, попадающих в организм ингаляционным путем [23; 36]. Так как регистрация микроядер в альвеолярных макрофагах довольно проста и в то же время весьма эффективна. Экспериментально доказано, что токсические вещества, содержащиеся в табачном дыме, индуцируют формирование микроядер в клетках красного костного мозга, лейкоцитах крови и клетках бронхоальвеолярного лаважа [16].
.Цитологических исследований, в которых соотношение жизнеспособных клеток и клеток, содержащих микроядра, является важным показателем хромосомных аббераций [35]. Большие размеры альвеолярных макрофагов позволяют точно и безошибочно проводить идентификацию содержащихся в них микроядер. Данный метод имеет и некоторые ограничения, связанные с трудностью определения размеров микроядер при плохом распластывании цитоплазмы [36]. Целесообразно использовать метод предварительной инкубации, позволяющий клеткам хорошо распластаться по подложке, и тем самым облегчить задачу идентификации микроядер, для повышения информативности некоторых цитологических исследований.
.Определения степени риска развития заболеваний у контингента, работающего во вредных условиях [17]. Поскольку микроядерный тест достаточно информативен в плане определения влияния мутагенов на эпителиальные клетки, непосредственно контактирующие с факторами окружающей среды, то его целесообразно использовать. При этом, изменение количества клеток с микроядрами полезно учитывать при исследованиях эффективности воздействия протекторов, защищающих организм от влияния токсических веществ [16; 27].
.Тестирования различных химических соединений [24]. Так как исследование ряда веществ включает в себя идентификацию микроядер в клетках красного костного мозга [22].
Выводы
.Формирование микроядер является следствием патологии митотического деления клеток, в процессе которого происходит отставание некоторых хромосом в метафазе и в анафазе. При апоптозе могут встречаться микроядра различного размера, что связано с фрагментацией ядра клетки, подверженной этому процессу.
.Существует два основных метода микроядерного теста: учет микроядер в ПХЭ косного мозга и лимфоцитах крови.
.Микроядерный тест представляет собой высокоинформативный и вместе с тем простой в техническом отношении метод оценки влияния на организм различного рода факторов, таких как ионизирующее излучение, действие лекарственных препаратов, выбросов в атмосферу диоксида серы и других отравляющих веществ.
.Решение фундаментальных вопросов, касающихся образования микроядер, позволит более точно определить место индуцирующих их процессов в возникновении целого ряда заболеваний, улучшить контроль за качеством медицинских препаратов, при контроле эффективности радиопротекторов, повысить качество экологического мониторинга.
Список литературы
1.Захидов С.Т., Гопко А.В., Семенова М.Л., Михалева Я.Ю., Макаров А.А., Кулибин А.Ю Карнозин как фактор, модифицирующий частоту встречаемости генетически аномальных половых клеток в семенниках ускоренно стареющих мышей SAM // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. - 2002. - Т. 134. - № 7.- С. 89.
.Калаев В.Н., Буторина А.К., Кудрявцева О.Л. Частота встречаемости клеток с микроядрами в плоском эпителии, полученном из соскобов с шейки матки женщин детородного возраста при различных физиологических состояниях, в норме и при воспалении // Естествознание и гуманизм - 2006. - Т. 3. - № 2. - С. 22 - 23.
.Колюбаева С.Н., Ракецкая В.В., Борисова Е.А., Комар В.Е. Исследование радиационных повреждений в лимфоцитах человека методом микроядерного и хромосомного анализа// Радиационная биология. Радиоэкология. - 1995. - Т.35, вып. 2. - С. 150 - 156.
.Колюбаева С.Н. Использование цитогенетических методов в радиационной медицине// Вестник Российской Военно-медицинской Академии. Приложение 1. - 2008, No 3 (23). - С. 179.
.Комар В.Е. Современное состояние проблемы биологической индикации лучевых поражений// Радиобиология. - 1992. - Т.32, вып. 1. - С. 84 - 96.
.Кудряшов Ю.Б. Радиационная биофизика (ионизирующие излучения). - М.: Физматлит - 2004. - С. 323 - 325.
.Ллойд Д.К., Эдвардс А.А. Хромосомные повреждения в лимфоцитах человека, вызванные низкими дозами облучения//Гематология и трансфузиология. - 1993. - Т.38, No 1. - С. 3 - 7.
.Пяткин Е.К., Нугис В.Ю., Чирков А.А. Оценка поглоценной дозы по результатам цитогенетических исследований культур лимфоцитов у пострадавших при аварии на Чернобыльской АЭС// Медицинская радиология. - 1989, Т.34, No 6. - С. 52 - 56.
.Репин М.В., Говорун Р.Д., Лукашова Е., Красавин Е.А., Козубек С. Стабильные и нестабильные хромосомные аберрации в лимфоцитах крови человека in vitro после γ-облучения// Радиационная биология. Радиоэкология. - 1996, Т.36, вып. 6. - С. 848 - 851.
.Севанькаев А.В., Деденков А.Н. Актуальные проблемы современной радиобиологии в свете оценки и прогноза последствий аварии на ЧАЭС//Радиобиология. - 1990. - Т.30, вып. 5. - С. 579 - 584.
.Севанькаев А.В., Моисеенко В.В., Цыб А.Ф. Возможности применения методов биологической дозиметрии для ретроспективной оценки доз в связи с последствиями аварии на Чернобыльской АЭС. Оценка доз на основе анализа нестабильных хромосомных аберраций// Радиационная биология. Радиоэкология. - 1994. - Т.34, вып. 6. - С. 782 - 792.
.Севанькаев А.В., Моисеенко В.В., Цыб А.Ф. Возможности применения методов биологической дозиметрии для ретроспективной оценки доз в связи с последствиями аварии на Чернобыльской АЭС. Оценка доз на основе анализа стабильных хромосомных аберраций// Радиационная биология. Радиоэкология. - 1994. - Т.34, вып. 6. - С. 793 - 797.
.Ярилин А.А. Апоптоз и его место в иммунных процессах // Иммунология - 1996. - Т. 6. - С . 10- 23.
14.Agostini C., Perin A., Semenzato G. Cell apoptosis and granulomatous lung diseases. // Curr. Opin. Pulm. Med. - 1998. - V. 4. - № 5. - Р. 261 - 266.
.Balansky R.B., D'Agostini F., Zanacchi P., De Flora S. Protection by N-acetylcysteine of the histopathological and cytogenetical damage produced by exposure of rats to cigarette smoke // Cancer. Lett. - 1992. - V. 64. - № 2. - Р. 123 - 131.
.Balansky R.M., D' Agostini F., De Flora S. Induction, persistence and modulation of cytogenetic alterations in cells of smoke-exposed mice // Carcinogenesis. - 1999. - № 8. - Р. 1491 - 1497.
.Benites C.I., Amado L.L., Vianna R.A., Martino-Roth Mda G. Micronucleus test on gas station attendants // Genet. Mol. Res. - 2006. - V. 5. - № 1. - Р. 45-54.
.Bommhardt U., Chang K.S., Swanson P.E., Wagner T.N., Tinsley K.W., Karl I.E., Hotchkiss R.S. //Akt decreases lymphocyte apoptosis and improves survival in sepsis // J. Immunol. - 2004. - V. 172. - № 12. - Р. 7583-7591.
.Brodbeck W.G., Shive M.S., Colton E., Ziats N.P., Anderson J.M. Interleukin-4 inhibits tumor necrosis factor-alpha-induced and spontaneous apoptosis of biomaterial-adherent macrophages // J. Lab. Clin. Med. - 2002. - V. 139. - № 2. - Р. 90 - 100.
.Calveley V.L., Khan M.A., Yeung I.W., Vandyk J., Hill R.P. Partial volume rat lung irradiation: temporal fluctuations of in-field and out-of-field DNA damage and inflammatory cytokines following irradiation // Int. J. Radiat. Biol. - 2005. - V. 81. - № 12. - Р. 887-899.
.Chang C.S., Song G.Y., Lomas J., Simms H.H., Chaudry I.H., Ayala A. Ingibition of Fas/Fas ligand signaling improves septic survival: differential effects on macrophage apoptotic and functional capacity // J. Leukoc. Biol. - 2003. - V. 74. - № 3. - Р. 344-351.
.Chinnasamy N., Rafferty J.A., Hickson I., Ashby J., Tinwell H., Margison G.P., Dexter T.M., Fairbairn L.J. O6-benzylguanine potentiates the in vivo toxicity and clastogenicity of temozolomide and BCNU in mouse bone marrow // Blood. - 1997. - V. 89. - № 5. - Р. 1566-1573.
.D'Agostini F., Scatolini L., Maggiani M., Balansky R.Chemoprevention of genotoxic damage in lung cells of rats exposed to cigarette smoke // Boll. Soc. Ital. Biol. Sper. - 1992. - V. 68. - № 2. - Р. 137-142.
.Dockrell D.H., Marriott H.M., Prince L.R., Ridger V.C., Ince P.G., Hellewell P.G., Whyte M.K. Alveolar macrophage apoptosis contributes to pneumococcal clearance in a resolving model of pulmonary infection // J. Immunol. - 2003. - V. 171. - № 10. - Р. 5380-5388.
.El-Zein R.A., Schabath M.B., Etzel .CJ., Lopez M.S., Franklin J.D., Spitz M.R. Cytokinesis-blocked micronucleus assay as a novel biomarker for lung cancer risk // Cancer. Res. - 2006. - V. 66. - № 12. - Р. 6449-6456.
.Fabre T., Belloc F., Dupuy B., Schappacher M., Soum A., Bertrand-Barat J., Baquey C., Durandeau A. Polymorphonuclear cell apoptosis in exudates generated by polymers // J. Biomed. Mater. Res. - 1999. - V. 44. - № 4. - Р. 429-435.
.Godderis L., Aka P., Mateuca R., Kirsch-Volders M., Lison D., Veulemans H. Dose-dependent influence of genetic polymorphisms on DNA damage induced by styrene oxide, ethylene oxide and gamma-radiation // Toxicology. - 2006. - V. 219. - № 1-3. - Р. 220-229.
.Goel H.C., Agrawala P.K., Pathania V., Malhotra N. Immunomodulatory and cytoprotective role of RP-1 in gamma-irradiated mice // Mol. Cell. Biochem. - 2003. - V. 254. - № 1-2. - Р. 73-81.
.Lahiri T., Roy S., Basu C., Ganguly S., Ray M.R., Lahiri P. Air pollution in Calcutta elicits adverse pulmonary reaction in children // Indian. J. Med. Res. - 2000. - V. 112. - Р. 21-26.
.Murphy F.J., Hayes I., Cotter T.G. Targeting inflammatory diseases via apoptotic mechanisms // Curr. Opin. Pharmacol. - 2003. - V. 3. - № - 4- Р. 412-419.
.Nishikawa A., Furukawa F., Kasahara K., Ikezaki S., Itoh T., Suzuki T., Uchida K., Kurihara M., Hayashi M., Miyata N., Hirose M.Trans-4-hydroxy-2-nonenal, an aldehydic lipid peroxidation product, lacks genotoxicity in lacI transgenic mice // Cancer Lett. - 2000. - V. 148. - № 1. - Р. 81-86.
.Poma A., Limongi T., Pisani C., Granato V., Picozzi P. Genotoxicity induced by fine urban air particulate matter in the macrophages cell line RAW 264.7 // Toxicol. In Vitro. - 2006. - V. 20. - № 6. - Р. 1023-1029.
.Sahu K., Das R.K. Micronucleus assay in pulmonary alveolar macrophages, a simple model to detect genotoxicity of environmental agents entering through the inhalation route // Mutat. Res. - 1995. - V. 347. - № 2. - Р. 61-65.
.Saito T., Kuss I., Dworacki G., Gooding W., Johnson J. T., Whiteside T. L. Spontanous ex vivo apoptosis of peripheral blood mononuclear cells in patients with head and neck cancer // Clin. Cancer Res. - 1999. - № 5. - Р. 1263-1273.
35.Schmid W. The micronucleus test // Mutat. Res. 1973. Vol. 31, N 1. P. 9-16.